34, 155 –157 Organisation Européenne et Méditerranéenne pour la Protection des Plantes Europejska I śródziemnomorska Organizacja Ochrony Roślin Normes oepp eppo standardy



Pobieranie 286.24 Kb.
Strona1/4
Data28.04.2016
Rozmiar286.24 Kb.
  1   2   3   4
© 2004 OEPP/EPPO, Biuletyn OEPP/EPPO Biuletyn 34, 155 –157

Organisation Européenne et Méditerranéenne pour la Protection des Plantes

Europejska I Śródziemnomorska Organizacja Ochrony Roślin


Normes OEPP EPPO Standardy

Protokół diagnostyczny dla agrofagów podlegających przepisom

Protocoles de diagnostic pour les organismes réglementés

PM 7/20




Organization Européenne et Méditerranéenne pour la Protection des Plantes

1, rue Le Nôtre, 75016 Paris, France


155


156 Protokół diagnostyczny



Zatwierdzenie
Standardy są zatwierdzone przez Radę EPPO. Na każdym ze standardów umieszczona jest data zatwierdzenia. W znaczeniu Artykułu II IPPC, Standardy EPPO są uznane za Regionalne Standardy dla członków EPPO.
Recenzja
Standardy EPPO podlegają okresowej recenzji i poprawkom. Data następnej recenzji tego Standardu została uzgodniona na spotkaniu grupy roboczej EPPO dotyczącym działań fitosanitarnych.
Nowelizacja
Jeśli zaistnieje konieczność zostaną wprowadzone ponumerowane i datowane poprawki. Na każdym ze standardów (jeśli to konieczne) umieszczone są daty nowelizacji.
Rozprowadzanie
Rozprowadzanie Standardów EPPO do władz państw członkowskich odbywa się poprzez Sekretariat EPPO. Egzemplarze standardów dostępne są wg szczegółowych zasad na indywidualna prośbę skierowaną do Sekretariatu EPPO.
Zakres
Protokoły diagnostyczne EPPO dotyczące agrofagów podlegających przepisom są przeznaczone do użytku dla Państwowych Organizacji Ochrony Roślin (NPPO) jako ciał odpowiedzialnych za stosowanie działań fitosanitarnych w celu wykrycia i zidentyfikowania agrofagów podlegających przepisom w EPPO i/lub liście Unii Europejskiej.

W 1998 EPPO rozpoczęła nowy program przygotowywania protokołów diagnostycznych dla agrofagów podlegających przepisom w regionie EPPO (włączając kraje Unii Europejskiej). Pracą kieruje Panel Diagnostyczny EPPO oraz inne specjalistyczne Panele. Celem programu jest utworzenie dla każdego agrofaga podlegającego przepisom zatwierdzonego międzynarodowego protokołu diagnostycznego. Protokoły bazują na wieloletnich doświadczeniach ekspertów EPPO. Pierwsze projekty są przygotowywane przez wyznaczonego eksperta – autora(ów). Są one napisane zgodnie z „ogólnym formatem i zawartością protokołu diagnostycznego”, zatwierdzone przez Panel Diagnostyczny, dostosowane odpowiednio do poszczególnych agrofagów, jeśli to konieczne. Główną rolą protokołu jest wskazanie szczegółowych sposobów wykrywania lub identyfikacji, które zostały uznane za lepsze (niezawodność, łatwość w użyciu itd.) od innych metod. Inne metody mogą być również wymienione, wskazując na ich wady i zalety. Jeśli jest wykorzystywana jakaś metoda niewymieniona w protokole należy to wytłumaczyć.

We wszystkich EPPO Standardach dotyczących diagnostyki mają zastosowanie następujące ogólne warunki:

• testy laboratoryjne mogą wymagać użycia odczynników lub urządzeń, które stanowią określone zagrożenie. We wszystkich przypadkach należy ściśle stosować lokalne procedury dotyczące bezpieczeństwa

• użyte w standardach EPPO nazwy odczynników lub wyposażenia nie znaczą wykluczenia innych odczynników czy wyposażenia, które również mogą być przydatne

• procedury laboratoryjne przedstawione w protokołach mogą być dostosowane do standardów poszczególnych laboratoriów, pod warunkiem, że są one odpowiednio zwalidowane lub, że zostały włączone stosowne kontrole pozytywne i negatywne.


Materiały źródłowe
EPPO/CABI (1996) Agrofagi kwarantannowe Europy, Wydanie II. CAB International, Wallingford (Wielka Brytania).

EU (2000) Dyrektywa Rady 2000/29/EC z 8 Maja 2000 r dotycząca środków zapobiegających wprowadzeniu na teren Wspólnoty organizmów szkodliwych dla roślin lub produktów roślinnych i ich rozprzestrzenieniu w obrębie Wspólnoty Official Journal of the European Communities L169, 1 –112.

FAO (1997) Międzynarodowa Konwencja Ochrony Roślin (tekst nowy, poprawiony). FAO, Rzym (Włochy).

IPPC (1993) Zasady kwarantanny roślin w odniesieniu do handlu międzynarodowego ISPM no. 1. Sekretariat IPPC, FAO, Rzym (Włochy).

IPPC (2002) Słownik terminów fitosanitarnych ISPM no. 5. Sekretariat IPPC , FAO, Rzym (Włochy).

OEPP/ EPPO (2003) Standardy EPPO PM 1/2(12): EPPO Lista A1 i A2 agrofagów podlegających obowiązkowi zwalczania. Standardy EPPO PM1 Główne środki fitosanitarne, 5 –17. OEPP/ EPPO, Paryż.


Definicje
Agrofag podlegający przepisom: agrofag kwarantannowy lub agrofag niekwarantannowy podlegający przepisom.

Agrofag kwarantannowy: agrofag o potencjalnym znaczeniu ekonomicznym dla zagrożonego obszaru, ale jeszcze nie występujący na tym obszarze lub obecny, ale nie rozprzestrzeniony szeroko i podlegający urzędowemu zwalczaniu.


Zarys wymagań
Protokoły diagnostyczne EPPO dotyczące agrofagów podlegających przepisom dostarczają wszystkich niezbędnych informacji dotyczących określonego agrofaga w celu jego wykrycia i prawidłowej identyfikacji dokonanej przez eksperta (np. specjalisty w dziedzinie entomologii, mikologii, wirusologii, bakteriologii itp.). Każdy protokół rozpoczyna się krótką ogólną informacją dotyczącą agrofaga (jego występowania, stosunku do innych organizmów, zakresu żywicieli, uszkodzeń powodowanych na żywicielach, rozmieszczenia geograficznego oraz jego tożsamości) a następnie opisuje szczegóły dotyczące wykrywania, identyfikacji, porównania z podobnymi gatunkami, wymagane w celu przeprowadzenia prawidłowej diagnozy, zawiera wykaz instytucji lub osób gdzie można uzyskać więcej informacji i opinii na temat określonego organizmu, (na temat diagnozy, wykrywania/ metody ekstrakcji, metod testowych).
Istniejące Standardy EPPO w tej serii
Do tej pory zostało zatwierdzonych i opublikowanych dziewiętnaście standardów i protokołów diagnostycznych EPPO. Każdy ze standardów jest ponumerowany w następujący sposób PM 7 / 4 (1), co oznacza, że jest

© 2004 OEPP/EPPO, Biuletyn OEPP/EPPO Biuletyn 34, 155-157



Standardy EPPO
1

to standard EPPO dotyczący środków fitosanitarnych (PM), numer serii 7 (Protokoły Diagnostyczne), w tym przypadku – standard numer 4, wersja pierwsza. Istnieją następujące standardy:

PM 7/1 (1) Ceratocystis fagacearum. Biuletyn OEPP/ EPPO Biuletyn 31, 41– 44

PM 7/ 2 (1) Tobacco ringspot nepovirus. Biuletyn OEPP/ EPPO Biuletyn 31, 45 – 51

PM 7/3 (1) Thrips palmi. Biuletyn OEPP/EPPO Biuletyn 31, 53–60

PM 7/4 (1) Bursaphelenchus xylophilus. Biuletyn OEPP/EPPO Biuletyn 31, 61– 69

PM 7/5 (1) Nacobbus aberrans. Biuletyn OEPP/EPPO Biuletyn31, 71–77

PM 7/6 (1) Chrysanthemum stunt pospiviroid. Biuletyn OEPP/ EPPO Biuletyn 32, 245 – 253

PM 7/7 (1) Aleurocanthus spiniferus. Biuletyn OEPP/EPPO Biuletyn 32, 255 –259

PM 7/ 8 (1) Aleurocanthus woglumi. Biuletyn OEPP/ EPPO Biuletyn 32, 261 – 265

PM 7/9 (1) Cacoecimorpha pronubana. Biuletyn OEPP/EPPO Biuletyn 32, 267 –275

PM 7/10 (1) Cacyreus marshalli. Biuletyn OEPP/EPPO Biuletyn32, 277 –279

PM 7/11 (1) Frankliniella occidentalis. Biuletyn OEPP/ EPPO Biuletyn 32, 281– 292

PM 7/12 (1) Parasaissetia nigra. Biuletyn OEPP/EPPO Biuletyn32, 293 – 298

PM 7/13 (1) Trogoderma granarium. Biuletyn OEPP/EPPO Biuletyn 32, 299 –310

PM 7/14 (1) Ceratocystis fimbriata f. sp. platani. Biuletyn

OEPP/EPPO Biuletyn 33, 249 – 256

PM 7/15 (1) Ciborinia camelliae. Biuletyn OEPP/EPPO Biuletyn 33, 257 – 264

PM 7/16 (1) Fusarium oxysporum f. sp. albedinis. Biuletyn

OEPP/EPPO Biuletyn 33, 265 – 270

PM 7/17 (1) Guignardia citricarpa. Biuletyn OEPP/EPPO Biuletyn 33, 271– 280

PM 7/18 (1) Monilinia fructicola. Biuletyn OEPP/EPPO Biuletyn 33, 281 – 288

PM 7/19 (1) Helicoverpa armigera. Biuletyn OEPP/EPPO Biuletyn 33, 289 – 296

Niektóre z istniejących Standardów są wynikiem różnych projektów i konsultacji dotyczących procedur. Są wynikiem projektu Komisji Unii Europejskiej DIAGPRO (nr SMT 4-CT 98-2252). Projekt ten obejmował cztery wyznaczone laboratoria (w Anglii, Holandii, Szkocji, Hiszpanii) i 50 laboratoriów porównawczych z wielu krajów europejskich (w obrębie i spoza Unii Europejskiej), które były zaangażowane w badania porównawcze projektu protokołu. Projekt DIAGPRO został utworzony na bazie pełnej wiedzy równoległych działań Grupy Roboczej EPPO dotyczącej Przepisów Fitosanitarnych w projektach protokołów diagnostycznych i obejmującej agrofagi podlegające przepisom, które z tego powodu nie zostały włączone do programu EPPO. Protokoły DIAGPRO zostały zatwierdzone przez Radę EPPO jako Standardy EPPO z serii PM 7. W przyszłości będą one przeznaczone do poprawy przez procedury EPPO w tym samym czasie jak inne z tej samej serii.

© 2004 OEPP/EPPO, Biuletyn OEPP/EPPO Biuletyn 34, 155 –157



Europejska I Śródziemnomorska Organizacja Ochrony Roślin PM 7/20(1)

Organisation Européenne et Méditerranéenne pour la Protection des Plante


Protokół Diagnostyczny dla agrofagów podlegających przepisom1

Protocoles de diagnostic pour les organismes réglementés
Erwinia amylovora

Właściwy zakres

Standard opisuje protokół diagnostyczny dla Erwinia amylovora.



Zgodność i akceptacja

Standard jest wynikiem projektu UE DIAGPRO Projekt (SMT 4-CT98-2252) wykonanego przy współpracy laboratoriów i wzajemnego porównania wyników laboratoriów w krajach Unii Europejskiej. Zatwierdzony jako Standard EPPO w 2003-09.




Wstęp
Erwinia amylovora jest czynnikiem sprawczym zarazy ogniowej większości gatunków podrodziny Maloideae rodziny Rosaceae. Z ekonomicznego punktu widzenia najważniejszymi żywicielami są: Pyrus spp., Malus spp., Cydonia spp., Eriobotrya japonica, Cotoneaster spp., Crataegus spp., Pyracantha spp. i Sorbus spp. Do innych żywicieli zaliczamy Chaenomeles, Mespilus i Photinia. Forma specialis była opisana na Rubus spp. (Starr et al., 1951; EPPO/CABI, 1997). Wyczerpująca lista porażanych roślin, włącznie z wrażliwymi po sztucznej inokulacji była podana przez van der Zwet & Keil (1979) i Bradbury (1986). Zawiera ona ponad 180 gatunków z 39 rodzajów Rosaceae. E. amylovora była pierwszą z bakterii opisaną jako czynnik sprawczy chorób roślin przez Burrill (1883). Była uznana za rodzimą dla Ameryki Północnej a potem wykryta w Nowej Zelandii w 1920 roku. Zaraza ogniowa była zanotowana w 1957 roku W Anglii i była wykryta na większości obszarów w Europie, gdzie uprawiano wrażliwe rośliny żywicielskie, za wyjątkiem Portugalii ( w UE). E. amylovora jest obecna w 43 krajach, (van der Zwet, 2002), ale nie była nigdy zanotowana w którymkolwiek kraju Ameryki Południowej i w większości krajów Afrykańskich i Azjatyckich (za wyjątkiem kilku krajów Śródziemnomorskich), i tylko jednorazowo w Australii (Bonn & van der Zwet, 2000). It represents a threat to the pome fruit industry of all these countries. Szczegóły dotyczące rozmieszczenia geograficznego można znaleźć w EPPO/CABI (1998).

Zaraza ogniowa jest prawdopodobnie najpoważniejszą chorobą atakującą uprawy grusz i jabłoni w wielu krajach. Aczkolwiek cykl życiowy bakterii nie jest w pełni zrozumiały, wiadomo, że może ona przeżywać jako endofit lub epifit przez zmienny okres czasu zależny od czynników środowiskowych.

Rozwój objawów zarazy ogniowej związany jest z sezonowością wzrostu rozwoju z rośliny żywicielskiej. Rozpoczyna się on wiosenną produkcją pierwotnego inokulum i infekcją kwiatów, kontynuowany jest latem infekcją gałązek i owoców, i kończy się jesienią rozwojem zrakowaceń. Patogen może być widocznie w stanie spoczynku w żywicielu przez pewien okres (van der Zwet & Beer, 1995).
Tożsamość
Nazwa: Erwinia amylovora (Burrill) Winslow et al. Synonimy: Micrococcus amylovorus Burrill Bacillus amylovorus (Burrill) Trevisan

Bacterium amylovorus (Burrill) Chester

Erwinia amylovora f.sp. rubi Starr, Cardona & Falson

Pozycja taksonomiczna: Bacteria, Gracilicutes, Proteobacteria,  Subdivision, Enterobacteriales, Enterobacteriaceae

Komputerowy kod Bayera: ERWIAM

Klasyfikacja fitosanitarna: EPPO lista A2 list nr 52, EU Załącznik II /A2

Wykrywanie
Objawy
Objawy chorobowe zarazy ogniowej na głównych żywicielach są względnie podobne i łatwe do rozpoznania (Web ryc. 1 i 2). Nazwa choroby opisowo oddaje ich główną charakterystykę aspekt brązowienia gałązek, kwiatów i liści jako spalone ogniem. Do typowych objawów na drzewach pestkowych należą: czernienie liści na porażonych pędach, produkcja wydzielin i typowe zakrzywienie gałązek na kształt ‘pastorału’. W zależności od zaatakowanej chorobą części rośliny, choroba nosi nazwę






Dane przedstawione w tym Standardzie oznaczone ‘Web ryc.’

zostały opublikowane na stronach EPPO http://www.eppo.org.


© 2004 OEPP/EPPO, Biuletyn OEPP/EPPO Biuletyn 34, 159 – 171 159



zaraza kwiatów, gałązek lub pędów, liści, owoców, konarów i pnia, pierścienia lub podkładek (van der Zwet & Keil, 1979; van der Zwet & Beer, 1995).

Na jabłoni i gruszy, pierwsze objawy chorobowe pojawiają się zwykle wczesną wiosna, podczas ciepłej i wilgotnej pogody. Kwiaty wyglądają jakby nasiąknięte wodą, następnie więdną, usychają i stają się brązowe do czarnych. Ogonki mogą również wyglądać jakby nasiąknięte wodą, stają się ciemnozielone a ostatecznie brązowe lub czarne, czasami z kroplami śluzu lub lepkiej wydzieliny bakteryjnej. Liście więdną, usychają i całkowicie brązowieją u jabłoni lub stają się ciemnobrązowe do czarnych u gruszy, ale pozostają przytwierdzone do drzewa przez pewien czas. Zainfekowane niedojrzałe owoce (lub rzadziej częściowo dojrzałe owoce) wykazują zaznaczanie się tłustych lub nasiąkniętych wodą, brązowych do czarnych, często z kroplami śluzu bakteryjnego fragmentów. One również pozostają przytwierdzone do drzewa. Charakterystyczne czerwonawo-brązowe przebarwienia są często znajdowane w tkance podkorowej po odsłonięciu kory z zainfekowanego konaru lub gałązki (van der Zwet & Keil, 1979). Brązowe do czarnych, lekko wklęsłe zrakowacenia rozwijają się w korze gałązek lub koronie drzewa lub aż do pnia. Zrakowacenia te mogą później przekształcać się raki w pobliżu granicy miedzy tkanką zdrową i chorą. (Dye, 1983).



Identyfikacja na roślinach żywicielskich z objawami
Próbobranie
Próby z objawami mogą być traktowane indywidualnie lub w małych grupach. Podczas pobierania prób i procesu ekstrakcji powinny być przedsięwzięte środki zapobiegające kontaminacji pomiędzy próbami. Próby do diagnozowania zarazy ogniowej na roślinach z objawami stanowią kwiaty, gałązki lub pędy, liście, ogonki liściowe (z nekrozami i wyciekami o ile to możliwe) lub przebarwione tkanki podkorowe po zdjęciu kory ze zrakowaceń gałązek, gałęzi, pnia lub pierścienia. Powinny one być poddane obróbce tak szybko, jak to możliwe po pobraniu i przechowywane w temperaturze 4 – 8C. Próby mogą być przechowywane w chłodni po obróbce w celu przyszłej weryfikacji do kilku tygodni. Dalsze szczegóły dotyczące przygotowania prób zawiera Załącznik II.

Szybkie testy przesiewowe
Testy te ułatwiają domniemaną diagnozę. Aby potwierdzić wykrycie Erwinia amylovora w próbie, należy uzyskać wynik dodatni nie mniej niż dwóch testów serologicznych i testu drugiego opartego na PCR. Szczegóły dotyczące testów zawiera Załącznik III.

Izolacja
Świeżo przygotowane ekstrakty prób są konieczne do pomyślnej izolacji. Izolacja E. amylovora z prób objawowych jest względnie łatwa, ponieważ liczba wyhodowanych bakterii jest zwykle wysoka. Jakkolwiek, kiedy objawy są bardzo zaawansowane lub, kiedy warunki środowiska nie są sprzyjające dla rozwoju zarazy ogniowej, liczba wyhodowanych komórek E. amylovora może być bardzo niska. Ponadto, w przypadku, gdy spodziewać się można przerośnięcia płytek antagonistycznymi bakteriami, próby powinny zostać powtórnie przebadane z wykorzystaniem i/lub wzbogacania przed izolacją, zgodnie z Załącznikiem IV.

Posiew na trzy rodzaje podłoży diagnostycznych jest zalecany w celu uzyskania maksymalnego wzrostu E. amylovora, szczególnie wtedy, gdy próby nie są w najlepszej kondycji. W zależności od liczebności i zróżnicowania mikroorganizmów w próbie, każdy rodzaj podłoża jest bardziej lub mniej wydajny. Trzy rodzaje podłoży (CCT, Lewan i King B) były zwalidowane w ring teście. Najwyższą odzyskiwalność ma podłoże Lewan (Załącznik I).

Podczas analizowania prób z objawami chorobowymi spodziewać się można dobrej korelacji pomiędzy izolacją, immunofluorescencją, wzbogaconą DASI-ELISA i PCR.

Identyfikacja w próbach bezobjawowych
Próbobranie i przygotowywanie prób
Próby bezobjawowe mogą być analizowane indywidualnie lub w grupach do 100 prób (OEPP/EPPO, 1992). Inspekcja powinna być przeprowadzona na statystycznie reprezentatywnych próbach. W przypadku prób pobieranych z materiału przechowywanego należy rozważyć możliwość wyrywkowego poboru prób, natomiast z sadów i szkółek nie jest to możliwe. Podczas pobierania prób i w czasie ekstrakcji powinny być przedsięwzięte środki zapobiegające kontaminacji. Próbobranie i przygotowywanie prób mogą być wykonywane według jednej z metod zawartych w Załączniku II, stosowanych dla prób bezobjawowych

Bezpośrednia analiza prób bez objawów chorobowych, przy niskiej populacji bakterii jest na ogół negatywna dla E. amylovora. Dlatego też, zalecane jest przeprowadzenie wcześniejszego wzbogacania prób (Załącznik IV) w buforze antyoksydacyjnym (Gorris et al., 1996a) (Załącznik I). Gdy analizowany jest materiał bezobjawowy, wzbogacanie wykonuje się przez 72 godziny w temperaturze około 25 C.



Testy przesiewowe
Powinny być wykonane co najmniej dwa testy przesiewowe. W przypadku testu IF na jedno okienko szkiełka diagnostycznego nanosi się ekstrakt jednej próby przed lub po koncentracji przez wirowanie (ale nie wzbogacany) Dziesięciokrotne rozcieńczenia próby powinny być również utrwalone, zgodnie z protokołem opisanym w Załączniku III. Dla wzbogaconej izolacji, wzbogaconej ELISA i wzbogaconego PCR, powinny być stosowane procedury zawarte w Załączniku III. W ostatnim przypadku, w celu ekstrakcji DNA, zgodnie z Llop et al. (2000) lub innym właściwym protokołem lub zestawem powinno być użyte 500 l próby, wzbogacanej w podłożu King B i w podłożu CCT.

W przypadku otrzymania pozytywnego wyniku któregokolwiek testu przesiewowego, powinno się wyizolować patogen z ekstraktu (Załącznik V) lub po wzbogaceniu próby (Załącznik VI). Jeżeli trzy lub cztery testy są pozytywne, a uzyskano negatywny wynik izolacji lub nie była ona przeprowadzana, uzasadnione jest stwierdzenie, że E. amylovora przypuszczalnie jest wykryta w próbie, ale wymagane jest potwierdzenie przez izolację i identyfikację bakterii. Jeżeli jest to konieczne, do rozprowadzenia na podłożu powinien zostać użyty ekstrakt przechowywany w - 80 C pod glicerolem (Załącznik II). Trzy rodzaje podłoży (CCT, King B, Lewan) wskazane w Załączniku I powinny być użyte w celu maksymalnego prawdopodobieństwa izolacji E. amylovora, kiedy informacje na temat mikroorganizmów w próbie nie są dostępne.


Tabela 1 Odżywcze i enzymatyczne testy identyfikacyjne
Test Oczekiwany wynik
Barwienie Grama – Wytwarzanie lewanu + Wytwarzanie fluoryzującego pigmentu

na podłożu King B \ (w świetle UV) –

Oksydacja / Fermentacja test (O/ F) O +/ F +

Test Kovac’s na oksydazę – Redukcja azotanów –Wykorzystanie cytrynianów +

Wzrost w 39 C –

Upłynnianie żelatyny + Ureaza – Indol – Redukcja substancji z sacharozy + Acetoina +
Potwierdzenie
Czyste kultury przypuszczalnie izolaty E. amylovora powinny być zidentyfikowane w oparciu o co najmniej dwa testy oparte na dwóch różnych charakterystykach (odżywczej, kwasów tłuszczowych, serologicznej lub molekularnej) Odpowiedni test żywicielski powinien być włączony do końcowego potwierdzenia patogeniczności. Znany szczep referencyjny E. amylovora powinien być włączony do każdego wykonywanego testu (Załącznik I ).
Odżywcze i enzymatyczne testy identyfikacyjne
Rodzaj Erwinia to bakterie Gram ujemne, fakultatywne anaeroby, mające zdolność ruchu dzięki peritrichalnemu urzęsieniu, o kształcie pałeczki, mające zdolność do produkcji kwasu z glukozy, fruktozy, galaktozy i sacharozy. Cechy fenotypowe zawarte są w Tabeli 1 ( Paulin, 2000), są one powszechnie obecne lub nieobecne u E. amylovora, powinny zostać wyznaczone zgodnie z metodami podanymi przez Jones & Geider (2001). Testy w Tabeli 2 pozwalają na odróżnienie E. amylovora od E. pyrifoliae, czynnika sprawczego azjatyckiej zarazy grusz na Pyrus pyrifolia (Kim et al., 1999; Kim et al., 2001) i nowej Erwinia sp. izolowanej ze znekrotyzowanych kwiatów gruszy w Hiszpanii (Roselló et al., 2002), aczkolwiek niektóre charakterystyki fizjologiczne i biochemiczne mogą być zmienne dla niektórych szczepów.
Biochemiczna charakterystyka na podstawie systemu API

(BioMérieux, Francja)

Identyfikacja biochemiczna E. amylovora może być uzyskana przez specyficzny profil uzyskany w teście paskowym API 20 E i API 50 CH . W teście API 20 E, przygotowanie zawiesiny i inokulacja paska powinna być wykonana zgodnie z instrukcją producenta. Po inkubacji w 25-26 C odczytu pasków dokonuje się po 24 i 48 godzinach (Tabela 3). W przypadku testu API 50 CH powinna zostać przygotowana zawiesina o OD=1.0 w buforze PBS (Załącznik I), a następnie 1 ml zawiesiny powinien zostać dodany do 20 ml podłoża Ayer (Załącznik I). Podczas inokulacji paska testowego należy przestrzegać instrukcji producenta. Po inkubacji w 25-26 C w warunkach tlenowych pasek powinien być odczytany po 24 i 48 godzinach.


Wykorzystywanie różnych węglowodanów wskazywane jest przez zmianę zabarwienia w studzience na kolor żółty.
Automatyczny system identyfikacji Biolog

System identyfikacyjny bazujący na wykorzystywaniu 95 źródeł węgla w mikrostudzienkach płytki jest dostępny w handlu (Biolog, US). Podczas automatycznej identyfikacji przypuszczalnych szczepów E. amylovora powinna być przestrzegana instrukcja producenta.

  1   2   3   4


©absta.pl 2016
wyślij wiadomość

    Strona główna