Barwienia I mikroskopy opcje barwienia



Pobieranie 7.87 Kb.
Data10.05.2016
Rozmiar7.87 Kb.
BARWIENIA I MIKROSKOPY
Opcje barwienia:

  • preparat natywny – nie barwione bakterie oglądane przyżyciowo

  • preparat barwiony

  • barwienie pozytywno – negatywne – wybarwione tło i bakterie, stosowane do wykazywania obecności otoczek

  • negatywne – wybarwione tło, ale nie bakterie, uwidacznianie kształtu bakterii; zwykle barwniki czarne (nigrozyna) lub czerwone (czerwień Kongo)

  • barwienia specjalne – histopatologiczne (Giemzy, Wrighta, Wrighta – Giemzy, PAS)

Przygotowanie preparatu

Szkiełko podstawowe odtłuścić nacierając je kawałkiem mydła a następnie należy wytrzeć kawałkiem flanelki. Na szkiełko nałożyć ezą kroplę bulionowej hodowli bakterii lub kroplę soli fizjologicznej i wyżarzoną, ostudzoną, ezą dotknąć kolonii bakteryjnej na podłożu stałym (płytka). Następnie ezą zamieszać w kropli soli fizjologicznej. Ezę wyżarzyć i odstawić, a preparat pozostawić do wyschnięcia w temperaturze pokojowej. Po wyschnięciu szkiełko ująć w szczypczyki i przeciągnąć trzykrotnie przez płomień palnika (utrwalenie). Szkiełko pozostawić do ostygnięcia, a następnie barwić.
Barwienie proste metodą Loefflera (błękitem Loefflera)

Utrwalony preparat zalać błękitem Loefflera na 5 – 10 min. Po tym czasie spłukać wodą, osuszyć w bibule i oglądać w mikroskopie świetlnym (obiektyw 100x + olejek imersyjny). W metodzie Loefflera wszystkie bakterie barwią się na kolor niebieski.


Złożona metoda barwienia Grama

  1. Utrwalony preparat zalać fioletem krystalicznym na 3 min, a następnie barwnik spłukać wodą. Zlać wodę ze szkiełka.

  2. Zalać płynem Lugola (bejca) na 1,5 min i ponownie spłukać wodą. Zlać wodę ze szkiełka.

  3. Preparat odbarwić alkoholem przez 30 s i spłukać wodą. Zlać wodę ze szkiełka.

  4. Podbarwić fuksyną zasadową przez 30 s i spłukać wodą. Zlać wodę ze szkiełka i osuszyć preparat w bibule. Oglądać przy powiększeniu 1000x (okular 10x, obiektyw 100x w układzie imersyjnym – na gotowy preparat nałożyć kroplę olejku imersyjnego i zanurzyć niej obiektyw).

Metoda Grama dzieli wszystkie eubakterie na G(+) fioletowe i G(-) czerwone. Różnice w barwliwości obu rodzajów bakterii wynikają z różnic w budowie ściany komórkowej – bakterie G(+) mają wiele warstw mureiny (peptydoglikanu), natomiast G(-) zasadniczo tylko jedną. Fiolet krystaliczny penetruje osłonki komórki bakteryjnej. Po dodaniu płynu Lugola następuje zastąpienie atomu chlory atomem jodu w cząsteczce barwnika i powstają wewnątrzkomórkowe duże agregaty fioletu krystalicznego. Etanol rozpuszcza błonę cytoplazmatyczną bakterii G(+) oraz dwie błony (cytoplazmatyczną i zewnętrzną) bakterii G(-) i powoduje częściowe odwodnienie ściany, zmniejszając wymiary poryn w mureinie. Gruba mureiny bakterii G(+) zatrzymuje kompleks barwnika, natomiast przechodzi on przez cieniutką jej warstwę w ścianie bakterii G(-) – zostaje wypłukany. Fuksyna zabarwia pozostałość bakterii G(-) n kolor czerwony.


Mikroskopy:

  1. świetlny – do oglądania preparatów barwionych i natywnych przy powiększeniach 400x (preparaty natywne) lub 1000x (preparaty barione)

  2. z ciemnym polem widzenia – do oglądania przy powiększeniu 400x dużych obiektów, np. bakterii spiralnych, pasożytów – tylko w preparatach natywnych

  3. fluorescencyjny – do oglądania przy powiększeniu 400x preparatów specjalnie barwionych – barwnikami fluoryzującymi (oranż akrydyny, auramina, rodamina, fluoresceina), np. preparaty prątków gruźlicy barwione oranżem akrydyny, które obserwuje się na ścianie prątków lub preparatów immunofluorescencyjnych, w których przeciwciało swoiste jest sprzężone z barwnikiem fluoryzującym.


©absta.pl 2016
wyślij wiadomość

    Strona główna